[:pb]Estrutura Curricular[:en]Curricular structure[:]

1) células tronco e terapia celular e 2) diferenciação celular normal e neoplásicas, com as seguintes linhas de pesquisa:

1) Células tronco e terapia celular

Células Tronco Somáticas;
1.1 Células Tronco Somáticas;
1.2 Células Tronco Pluripotenciais;
1.3 Estudos Pré Clínicos e Clínicos;
1.4 Células Tronco e Terapia Celular, Transferências, Divulgação e Popularização do conhecimento.

2) Diferenciação celular normal e neoplásicas:
2.1 Células Tronco Neoplásicas;
2.2 Estudos Pré Clínicos e Clínicos em Oncologia;
2.3 Marcadores Tumorais.Entre as células tronco somáticas incluem–se as Células Tronco Hematopoéticas (CTH), Células Tronco Mesenquimais (MSC), Células Progenitoras Endoteliais (CPE) e Células Tronco Neoplásicas (CSC).

Dentre as células pluripotenciais incluem–se as células troncos embrionárias e as células tronco pluripotenciais induzidas (IPS). Estas células serão isoladas, caracterizadas morfológica e funcionalmente e cultivadas para se tornarem objetos de estudos que terão foco na elucidação de propriedades funcionais e na identificação de mecanismo moleculares, gênicos e epigenéticos envolvidos na indução e no controle da diferenciação celular.
Um grande conjunto de ferramentas e metodologias dominadas pelos grupos participantes serão empregados nestes estudos, incluindo: metodologias genômicas, proteômicas, citogenômicas, genéticas, imunológicas, embriológicas, de biológica e cultivo celular e de biologia sistêmica.
Estas células também serão cultivadas em larga escala para serem utilizadass em estudo pré-clínicos e clínicos.Especificamente para estudos em animais estamos propondo a estruturação de um Centro de Estudos Pré-Clínicos de um Banco de Células-tronco de animais com o objetivo de permitir estudos em animais de vários portes (roedores e histricomorfos, coelhos, ovinos, suínos, caninos, bovinos e primatas).
Este Centro de Estudos será formado pela integração da FMVZ USP,FZEA, Centro Nacional de Primatas do Instituto Evandro Chagas de Belém – PA, e pelo laboratório de Estudos com modelos Animais do INCTC – Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Células Tronco e Terapia Celular.
A transferência, divulgação e popularização do conhecimento no tema, será tratada como uma das linhas de pesquisa conduzida por especialistas da área, com vistas a estreitar os laços de relação Universidade-Comunidade-Empresa.
O programa terá por finalidade criar oportunidades de agregação das ciências básicas e aplicadas, envolvendo seus alunos em treinamentos específicos e aquisição de habilidades, além de lideranças, com foco no desenvolvimento do espírito critico necessário  ao pensar de novos desafios.

Disciplinas:

Modelos in vitro e in vivo para o Estudo da Fisiopatogênese das Leucemias Agudas

Objetivos:

Capacitar o aluno de pós-graduando a analisar de forma crítica os experimentos, as hipóteses e os modelos de leucemogênese disponíveis na literatura, bem como desenhar, executar e analisar modelos de manipulação genética de células e animais úteis aos estudos sobre a fisiopatogenênese e terapêutica das leucemias agudas humanas.

Conteúdo (ementa):

Aula Teórica 1: Fisiologia da hematopoese

Aula Teórica 2: Fatores de trasncrição importantes na regulação da hematopoese

Aula Teórica 3: Translocações cromossômicas e genes híbridos importantes nas leucemias mielóides agudas

Aula Teórica 4: Translocações cromossômicas e genes híbridos importantes nas leucemias linfóides agudas

Aula Teórica 5: Alterações moleculares nas leucemias mielóides agudas com cariótipo normal

Aula Teórica 6: Camundongos transgênicos, knock in e knock out

Seminário 1: Modelos murinos de leucemia promielocítica aguda

Aula Prática 1: Extração de DNA, RNA e proteínas

Aula Prática 2: Reação em cadeia da polimerase

Seminário 2: Reação em cadeia da polimerase

Aula Prática 3: Transfecção de células de mamíferos usando retrovírus

Seminário 3: Métodos de clonagem, vetores e transfecção

Aula Prática 4: Manipulação do embrião murino

Aula Prática 5: Ensaio de colônias hematopoéticas em metilcelulose

Aula Prática 6: Ensaios in vitro para análise da apoptose e diferenciação celular

Seminário 4: Vias regulatórias da apoptose

Aula prática 7: Genotipagem e monitoramento da hematopoese

Aula prática 8: Ensaios in vitro e in vivo para análise do ciclo celular

Seminário 5: Ciclo celular

Citogenômica em Neoplasias Hematológicas: Conceitos e Aplicações

Objetivos:

Fornecer aos alunos de pós-graduação conceitos sobre organização e arquitetura do genoma, com ênfase em mecanismos de recombinação que conduzem à instabilidade genômica. No contexto metodológico serão apresentadas ferramentas de citogenética clássica e molecular: cariótipo por bandamento G, hibridização in sito por fluorescência (FISH) e Single Nucleotide Polimorphism Array (SNP-A). O objetivo final é que os alunos sejam capazes de entender como as ferramentas de citogenômica contribuem para o entendimento da fisiopatologia das neoplasias hematológicas e os avanços na terapêutica.

Conteúdo (ementa):

Estrutura do DNA, cromossomos e divisão celular
Instabilidade genômica
Princípios da citogenética clássica e molecular: cariótipo convencional, FISH e SNP-A
Importância da citogenética na pesquisa e prática clínica em neoplasias hematológicas

Aulas Práticas:

-Cultura de linfócitos e células neoplásicas para análise do cariótipo
-Analise dos cromossomos e cariotipagem
-Hibridização in situ por fluorescência
-Análise de dados de SNP-A

Tópicos em Imunologia Básica e Aplicada à Terapia e Biotecnologia

Objetivos:

Visa consolidar e/ou atualizar conceitos, provendo integração e visão crítica do conhecimento atual em Imunologia Básica e Aplicada. A disciplina objetiva alcançar tais metas através da discussões sobre revisões e artigos científicos recentes priorizando-se os temas referentes à imunidade inata e adaptativa, mecanismos imunológicos humorais e celulares, mecanismos regulação da resposta imune, imunidade tumoral, mecanismos imunológicos envolvidos em diversas doenças inflamatórias e autoimunes, imunoterapias, imunologia aplicada à biotecnologia, métodos imunológicos aplicados à pesquisa.

Conteúdo (ementa):

A disciplina será ministrada no período de três semanas e constará de apresentação de seminários seguidos de discussão/debates e de palestras ministradas por docentes convidados, sobre temas da literatura científica atual na área de Imunologia Básica e Aplicada à terapias e biotecnologia, com ênfase em:
– Imunidade inata: indução da imunidade inata, ativação das células envolvidas, tipos de receptores padrões presentes nas células e seus respectivos ligantes presentes nos patógenos, sinalização intracelular decorrente da ativação desses receptores, interações da imunidade inata com imunidade adaptativa.
– Imunidade humoral: biologia e diferenciação de linfócitos B, processamento e apresentação de antígenos por linfócitos B, ativação de linfócitos B, subtipos de células B, funções das células B.
– Imunidade celular: processamento e apresentação de antígenos para linfócitos, biologia e diferenciação de linfócitos T, ativação de linfócitos T, subtipos de células T, funções das células T.
– Regulação da resposta imune: mecanismos de regulação de resposta imune humoral e celular, mecanismos neuro-endócrinos de regulação do sistema imune, imunometabolismo.
– Mecanismos imunológicos envolvidos em doenças autoimunes, inflamatórias e oncológicas; mecanismos imunológicos envolvidos em transplantes; mecanismos imunológicos envolvidos em imunoterapias.
– Imunologia aplicada à biotecnologia: aplicações e métodos imunológicos aplicados à pesquisa biotecnológica.

Técnicas de Análise de Expressão Gênica – Princípios Básicos e Aplicações.

Objetivos:

Esta disciplina tem por objetivo introduzir, a alunos com bases sólidas em biologia celular e molecular, os princípios básicos e aplicações de técnicas de genômica funcional voltadas à análise da expressão genica e sua regulação, apresentando ferramentas de análise disponíveis livremente na internet (on-line open-source tools), capacitando-o a interpretar seus resultados, assim como, aplica-las a problemas específicos de sua pesquisa.

Conteúdo (ementa):

1. Vias de sinalização, expressão genica e sua regulação transcricional (epigenética e fatores de transcrição) e pós-transcricional (microRNAs). 2. Microarrays, Next Generation Sequencing – NGS, Protein Mass Spectrometry e High-Content Screening – HCS. 3. Técnicas de genômica funcional voltadas à transcriptomica (microarray, RNA-Seq, fluorescent in situ RNA sequencing – FISSEQ), epigenética (interações DNA-proteina: chromatin immunoprecipitation – ChIP-chip, ChIP-Seq; Modificações no DNA: Methylated DNA immunoprecipitation – meDIP) e interações RNA-proteína (RNA Immunoprecipitation: RIP, CLIP e PAR-CLIP). 4. Bases de Dados e Repositórios (UCSC Genome Browser, Gene Expression Omnibus – GEO, ArrayExpress, etc). 5. Análises supervisionadas e não supervisionadas utilizando dados de expressão. 6. Inferindo mecanismos regulatórios transcricionais (Regiões promotoras, fatores de transcrição e dados de ChIP). 7. Inferindo mecanismos regulatórios pós-transcricionais (regiões 3`UTR, microRNAs e dados de expressão e RIP). 8. Análise de vias de sinalização e redes de interação funcional. 9. Análises de enriquecimento funcional (gene ontology). 9. Aplicação prática das análises a problemas biológicos definidos: Apresentação e discussão de projetos científicos de estudo.
Adicionalmente, trabalhos científicos envolvendo os conceitos e o conteúdo da disciplina, serão discutidos após sua apresentação pelos alunos.

Espectrometria de Massas Aplicada ao Estudo de Proteoma

Objetivos:

O curso visa promover a conexão entre determinação de estruturas de macromoléculas e funções biológicas com ênfase na aplicação de espectrometria de massas. Essa meta será alcançada através da apresentação e discussão de artigos de revisões e seminários sobre trabalhos científicos com comprovada relevância e impacto na área de espectrometria de massas, publicados em revistas de circulação internacional. O assunto abordado conferirá aos alunos a oportunidade de aprendizado e ampliação de conhecimentos na aplicação dessa metodologia analítica, bem como para desenvolvimento de pensamento crítico e na habilidade para resolver problema relacionado a estruturas de biopolímeros.

Conteúdo (ementa):

Temas da literatura científica atual na área de espectrometria de massa na determinação estrutural de proteínas/peptídeos, carboidratos, glicoesfingolípideos e glicolípideos. Introdução à espectrometria de massa, princípios e aplicações. Tipos de instrumentos. Formas de ionização. Obtenção e interpretação de espectros de massas e bioinformática aplicada para a utilização dessa metodologia na área de Oncologia Clínica, Células-tronco e Terapia Celular.
I- PRINCÍPIOS GERAIS DA ESPECTROMETRIA DE MASSAS
Conceito de espectrometria de massa
Definição de termos utilizados em espectrometria de massa
Tipos de espectrômetros de massa
Ionização em fase líquida poe eltrospray (ESI)
Ionização em fase sólida por matrix assisted laser desoption ionization
(MALDI)
II- APLICAÇÃO DE MS A PEPTÍDEOS E PROTEÍNAS
Preparação e amostras apropriadas para MS
Determinação de massa molecular de proteínas
Determinação de massa molecular de peptídeos
Fragmentos de peptídeos
Dissociação por colisão induzida com gás inerte (CID-MS/MS)
Dedução de sequência de aminoácidos em peptídeos via CID-MS/MS
Interpretação de espectros de massa
Identificação de proteínas em banco de dados (Genbank, Swiss-prot, etc)
III – CARACTERIZAÇÃO DE MODIFICAÇÕES PÓS-TRADUÇÃO POR MS
Enriquecimento em fosfoproteínas
Determinação de sítios de fosforilação por espectrometria de massas
Caracterização de carboidratos por espectrometria de massas
Utilização do MS no modo “parent” e “neutral loss” para identificação de fosfopeptídeos e glicopeptídeos
IV – CARACTERIZAÇÃO DE GLICOCONJUGADOS E GLICOLIPIDEOS
Tratamento químico e enzimático para o isolamento de carboidratos
Perfil de carboidratos isolados de proteínas ou lipídeos por MS
Permetilação de carboidratos para análise em MS
Gancliosídeos e glicolipideos por MS

Métodos Moleculares Avançados para Investigação Biológica

Objetivos:

A disciplina tem por objetivo prover o conhecimento de métodos moleculares aplicados no desenvolvimento de pesquisa em distintas áreas de investigação.

Conteúdo (ementa):

– Fundamentos em Genética, Biologia Celular e Molecular e Genética de microrganismos
– Tecnologia do DNA recombinante.
– Ferramentas Moleculares: Isolamento de ácidos nucléicos de diferentes tecidos, métodos de amplificação de ácidos nucleicos (PCR, PCR em tempo real), sequenciamento de DNA, sequenciamento de nova geração, single-cell genomic analysis.
– Aplicações em hemoterapia (imunohemantologia e doenças transmissíveis por transfusão), terapia celular, doenças genéticas e câncer.
– Biossegurança e Bioética Aplicadas a Pesquisa
– Controle de Qualidade

Células-Tronco Embrionárias e de Pluripotência Induzida (iPS): Teoria e Prática

Objetivos:

Proporcionar o primeiro contato teórico e prático de alunos de pós-graduação com a biologia de células-tronco pluripotentes.

Conteúdo (ementa):

Teoria: histórico, fundamentos sobre derivação, cultivo em pequena e grande escala, manipulação, passagem, congelamento, descongelamento, cariotipagem e caracterização de células-tronco embrionárias e iPS de camundongos e humanas.
Prática: cultivo, manipulação, passagem, congelamento, descongelamento diferenciação de células-tronco embrionárias e iPS humanas, caracterização morfológica, por imunocitoquímica

Metodologia e Comunicação Científicas

Objetivos:

Fazer com os alunos entendam a estrutura da Metodologia e comunicação científicas e as estruturas dos documentos científicos em suas várias formas. Através da análise de documentos científicos da literatura e daqueles preparados pelos próprios alunos na sala de aula e em casa, os alunos irão adquirir experiência na redação cientifica e a habilidade de criticar trabalhos preparados por eles mesmos e por outros. A ênfase principal será nos trabalhos científicos, porém as diferenças entre estes e relatórios, dissertações, teses e apresentações orais serão identificados e discutidas. Ao final do curso, cada aluno apresentará uma exposição detalhada de trabalho científico completo relativo às pesquisas por ele desenvolvidas, ou em desenvolvimento, ou planejadas para a pós-graduação. Aulas teóricas serão utilizadas para apresentar as idéias principais relacionadas com a informação e os exercícios, os quais serão discutidas nos seminários da semana seguinte, onde os alunos apresentarão seus textos e criticarão os dos outros. Serão analisados textos em português e em inglês em todas as áreas da biomédicas, cabendo aos alunos a escolha de um dos dois idiomas para a preparação dos textos.

Conteúdo (ementa):

Os seguintes itens são os tópicos a serem abordados nas aulas teóricas, seminários e trabalho de casa: Método científico; Tipos de documentos científicos; Critérios para publicação em revista científica. A linguagem como instrumento de comunicação; Comparação da estrutura e conteúdo de textos em diárias particulares, jornais diários, revistas semanais, livros de história, protocolos de laboratório e trabalhos científicos, enciclopédias; Estrutura do trabalho científico: A redação cientifica – uma habilidade desenvolvida através do exercício; O idioma a ser usado na preparação do documento não será necessariamente aquele utilizado na versão final; Leitura de trabalho científico em termos de estrutura e conteúdo; Estrangeiros para redigir trabalho cientifico com base na estrutura; Análise da contribuição dos resultados a serem apresentados – originalidade; Esboço do trabalho, por escrito, identificando as informações mais importantes; Escolha da revista a qual será submetido o trabalho; Exercício de redação.

Semana 1:

• Método científico
• Tipos de documentos científicos
• Critérios para publicação em revista científica
• A linguagem como instrumento de comunicação
• Comparação da estrutura e contudo de textos em diários particulares, jornais diários, revista semanais, livros de história, protocolos de laboratório e trabalhos científicos  enciclopédias.
• Estrutura do trabalho científico.
• A redação científica – uma habilidade desenvolvida através do exercício
• O idioma a ser usado na preparação do documento não será necessariamente aquele utilizado na versão final.
• Leitura de trabalho científico em termos de estrutura e conteúdo.
• Estratégias para redigir trabalho científico com base na estrutura.
• Análise da contribuição dos resultados a serem apresentados  – originalidade.
• Esboço do trabalho, por escrito, identificando  as informações mais importantes
• Identificação do leitor.
• Escolha da revista a qual submetido o trabalho
• Exercício de redação.

Semana 2

• Estudo da estrutura dos trabalhos apresentados em revistas
• Estrutura do trabalho científico. Interrelações entre as seções
• Seção de resultados (seleção dos resultados mais importantes – “O recado”, experimentando com formas de apresentação, apresentação dos resultados: ordem lógica vs cronológica , apresentação de outros resultados que apoiam o recado).
• Relação com a seção de métodos.
• Relação com a discussão e
• Análise dos exercícios de redação dos alunos.

Semana 3

• Seção de métodos (estudo de exemplos de trabalhos semelhantes na revista a qual o trabalho será submetido). O que deveria ser enfatizado. Quantos detalhes. Quanta documentação. Utilização das legendas de tabelas e figuras para detalhar, estender e complementar as informações da seção de métodos. Considerações especiais para “trabalho metodológico”).
• Relação com a seção de resultados.
• Relação com a discussão.
• Relação com aintrodução
• Análise dos exercícios de redação dos alunos.

Semana 4

Introdução – Estudo de exemplos de trabalhos semelhantes na revista a qual o trabalho será submetido. Leitura e organização da informação na literatura. Definição da questão a qual a pesquisa foi dirigida. Identificação da contribuição da pesquisa. A utilização de artigos de revisão elimina a necessidade de citar Louis Pasteur e Emil Fisher. Definição do leitor da revista.

Discussão – Salientar os resultados mais importantes, sem resumir ou mencionar resultados não relevantes. Identificar a originalidade dos seus resultados. Discutir os resultados mais relevantes em termos de métodos.

Imunoterapia e Terapias Alvo Específicas no Câncer

Objetivos:

Introduzir os princípios das terapias anti-câncer dirigidas a alvos moleculares específicos. Os alunos terão a oportunidade de revisar os principais conceitos referentes à imunoterapia e a terapia com pequenas moléculas inibidoras de vias de sinalização específicas, nos contextos de doenças em que cada uma dessas terapias é estudada e ou utilizada na prática clínica. Através da análise criteriosa de artigos científicos em seminários na sala de aula e em casa, supervisionados pelos docentes, os alunos irão amadurecer os conhecimentos prévios e os conhecimentos adquiridos durante as aulas inaugurais de cada tema (ministradas pelos docentes).

Conteúdo (ementa):

Os seguintes itens são os tópicos a serem abordados nas aulas teóricas, seminários e estudo em casa:

Módulo de imunoterapia:

Semana 1

• Aula Teórica 1: Bases Imunológicas do Câncer
• Seminário 1: Vacinas de células dendríticas em Neoplasias não hematológicos

Semana 2

• Seminário 2: Anticorpos Monoclonais em Neoplasias Hematológicas
• Seminário 3: Anticorpos Monoclonais em  Neoplasias não Hematológicas

Semana 3

• Seminário 4: Terapia Celular – Transplante alógeno de células tronco hematopoiéticas não mieloablativo
• Seminário 5: Terapia Celular – Infusão de Linfócitos do Doador

Módulo de Pequenas Moléculas

Semana 4

• Aula teórica: Sinalização Celular e Câncer
• Seminário 6: Inibidores de Tirosino – Quinase em Neoplasias Hematológicas

Semana 5

• Seminário 7: Inibidores de Tirosino – Quinase em Neoplasias Não Hematológicas
• Seminário 8: Inibidores de m-TOR

Semana 6

• Aula teórica: Biologia Celular do Câncer – Mitocôndria e Proteasoma
• Seminário 9: Terapias com alvos Mitocondriais

Semana 7

• Seminário 10: Inibidores do Proteassoma
• Seminário 11: Perspectivas novas alvos em estudo

Modelos Experimentais em Oncologia

Objetivos:

A disciplina tem por objetivos  atualizar os conhecimentos concernentes aos  modelos experimentais  utilizados  no   desenvolvimento  científico em oncologia, fornecer subsídios metodológicos  para a pesquisa  em câncer e permitir uma visão  integrada do processo da  diferenciação e evolução das neoplasias. Promover a colaboração interdisciplinar e ampliar o conhecimento translacional dos mecanismos biológicos e moleculares, investigação dos fatores causais, de risco, progressão e resposta ao tratamento do câncer. Destaque maior em elucidar os caminhos e apresentar oportunidades, bem como os desafios no diagnóstico do câncer, classificação, prevenção e tratamento.

Conteúdo (imensa):

Os tópicos serão abordados em aulas teóricas, aulas práticas, seminários, monografias e trabalhos de casa, com ênfase nos estudos  de temas de maior relevância e atualidades dentro da biologia do câncer. 1.Modelos animais de carcinogênese química e física.

2. Modelos experimentais de câncer em animais geneticamente modificados.

3. Métodos para avaliação de fatores que influenciam na evolução das neoplasias.

4. Modelos celulares e moleculares de estudos da gênese, evolução e tratamento do câncer.

5. Análise crítica e metodológica da aplicação dos modelos experimentais para o entendimento das neoplasias humanas.

6. Mecanismos de ação dos fatores de risco e proteção para o câncer.

7. Validação dos estudos experimentais e de princípios biológicos para o tratamento do câncer.

8. Mecanismos moleculares do dano ao DNA produzido por radiação ionizante / Reparo bioquímico do dano ao DNA.

9. Modelos animais para avaliação da radioterapia nos diferentes tecidos animais e materiais biológicos.

10. Fatores moduladores da resposta celular produzidas por radiação ionizante.

11. Interação da quimioterapia e radioterapia.

12. Aspectos físicos da radiação ionizante. TCP/NTCP.

Testes Pré-Clínicos

Objetivos:

Promover discussão sobre a viabilidade de testes pré-clínicos aplicados aos modelos animais. Capacitar pós-graduandos com os procedimentos utilizados em testes pré-clínicos. Demonstrar os principais resultados de testes pré-clínicos.

Conteúdo:

– Procedimentos de biotério.
– Técnicas de preparação e escolha de espécies animais como modelos.
– Vias de acesso no modelo experimental.
– Ética na utilização de animais de laboratório.
– Estudos pré-clínicos. Resultados.

Tópicos Avançados em Hematopoese e Doenças da Célula-Tronco Hematopoética

Objetivos:

Discutir os mecanismos celulares a moleculares de controle da hematopoese, de manutenção de pluripotência e de diferenciação da célula-tronco hematopoética.

Discutir os mecanismos reguladores da hematopoese que estão anormais em doenças hematológicas, em especial na falência da medula óssea e nas neoplasias mieloides.

Conteúdo (imenta):

Aulas teóricas sobre (1) hematopoese e (2) falência da medula óssea. Seminários sobre pluripotência, diferenciação hematopoética, reprogramação celular, imunologia da hematopoese, nicho, reparo do DNA, biologia dos telômeros, clonalidade na hematopoese, evolução clonal e neoplásica, epigenética e ferramentas de investigação: Southern blot, Western blot, co-imunoprecipitação, qPCR, PCR-array, sequenciamento genético, ensaios de formação de colônias, imunofenotipagem

Análise Celular Multiparamétrica por Microscopia Quantitativa

Objetivos:

Esta disciplina tem por objetivo tornar o aluno apto a planejar ensaios celulares funcionais baseados em microscopia, e analisar quantitativamente as imagens obtidas. Ainda, visa capacitar o aluno a interpretar os resultados de estudos envolvendo diferentes aplicações das técnicas abordadas.

Conteúdo (ementa):

1. Princípios da análise celular multiparamétrica (High Content Analysis): Desenvolvimento e otimização de ensaios celulares compatíveis com HCA (cultivo e distribuição de células, transfecção, reagentes fluorescentes e ensaios funcionais).
2. Noções de ótica e microscopia de fluorescência (widefield e confocal): propriedades da luz (comprimento de onda, reflexão, difração, refração, absorção, resolução), o olho humano (cones e bastonetes), Lentes objetivas (plano focal, aberrações esférica e cromática, magnificação e campo de visão, abertura e profundidade de campo), microscópios de luz transmitida e fluorescência (tipos de iluminação, fluorescência, excitação, emissão, filtros).
3. Processamento e quantificação de imagens: sensores digitais de imagem (sensores CCD e CMOS, pixel, resolução e tamanho da imagem, binning, intensidade, alcance dinâmico, exposição, saturação, bits, escalas de cinza e RGB), processamento básico de imagens (imagens digitais, matrizes, histogramas de intensidade, operações locais e espaciais/filtros, imagem binaria, segmentação).
4. Processamento de imagens utilizando o software Fiji (ImageJ).
5. Análise automatizada de imagens utilizando o software CellProfiler (importação de imagens e captura de metadados, aplicação de ferramentas morfológicas nas imagens para destacar características celulares, segmentação de objetos, extração de características, exportação de dados).
6. Análise de dados utilizando o software CellProfiler Analyst (exportação dos dados do CellProfiler, visualização dos resultados, classificação assistida de tipos celulares.
7. Análise de Dados Utilizando o Software KNIME (importação de dados, manipulação de dados, visualização de dados, métodos de agregação e normalização, métodos de agrupamento/clusterização).
8. Aquisição de imagem de fluorescência usando um microscópio automatizado HCS.
9. Tópicos avançados em análise celular multiparamétrica (High Content Analysis): Apresentação e discussão de artigos científicos.
10. Aplicação prática das técnicas de microscopia quantitativa a problemas biológicos definidos: Apresentação e discussão de projetos científicos de estudo

Impacto de Alterações da Biologia Epitelial no Desenvolvimento de Carcinomas

Objetivos:

Proporcionar aos alunos a compreensão de como alterações de propriedades da célula e do tecido epitelial estão relacionadas com o desenvolvimento de carcinomas e adenocarcinomas.
Específicos:
Fornecer ao aluno informações que o permitam identificar e reconhecer os principais aspectos da biologia normal das células e do tecido epitelial.
Proporcionar ao aluno conhecimento de variados exemplos do impacto de alterações em moléculas e vias que controlam aspectos da biologia epitelial (polaridade, adesão, plasticidade celular e dinâmica das células-tronco) no desenvolvimento de carcinomas.
Fornecer condições para que o aluno desenvolva a capacidade de analisar criticamente os resultados derivados de estudos científicos complexos, e de tirar conclusões apropriadas baseadas nesses estudos.
Proporcionar ao aluno conhecimento das abordagens científicas mais atuais utilizadas para desvendar alterações da biologia epitelial que contribuem para o desequilíbrio do tecido epitelial e o desenvolvimento tumoral.

Conteúdo (ementa):

O curso abordará uma parte introdutória de revisão da biologia do tecido epitelial e cinco tópicos que relacionam aspectos da biologia epitelial com o desenvolvimento de carcinomas/adenocarcinomas. O tópico introdutório será ministrado pelo docente. Em cada um dos demais tópicos, haverá uma aula de revisão do assunto, ministrada pelo docente, e duas aulas, ministradas pelos estudantes, com apresentação de artigos científicos recentes, de exemplos de estudos na área do tópico. O conteúdo abordado será o seguinte:
1. Introdução: revisão sobre a biologia da célula epitelial e a dinâmica de diferenciação e renovação do tecido epitelial.
2. Alterações de polaridade da célula epitelial no desenvolvimento de tumores epiteliais.
3. Alterações na comunicação celular (célula-célula, célula matriz) no tecido epitelial e carcinogênese.
4. Papel do tráfego intracelular de vesículas no desenvolvimento de neoplasias epiteliais.
5. Distúrbios da dinâmica de células-tronco epiteliais e células de origem dos tumores epiteliais.
6. Plasticidade da célula epitelial, transição epitélio-mesenquimal e mecanismos de metástase.

Resumo das Disciplinas do Programa

1) cells and stem cell therapy

Somatic Stem Cells;
1.1 Somatic Stem Cells;
1.2 pluripotent Stem Cells;
1.3 Clinical and Clinical Studies Pre;
1.4 Stem Cell and Cell Therapy, Transfer, Dissemination and Popularization of knowledge.

2) normal and neoplastic cell differentiation:
2.1 Neoplastic Stem Cells;
2.2 Pre Clinical Studies and Clinical Oncology;
Markers Tumorais.Entre 2.3 somatic stem cells include the hematopoietic stem cells (HSC), Mesenchymal Stem Cells (MSC) Endothelial Progenitor Cells (EPC) and Neoplastic Stem Cells (CSC).

Among the pluripotent cells include embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells (IPS). These cells will be isolated, characterized , and morphologically and functionally cultured to become objects will focus on the studies that elucidate functional properties and molecular identification mechanism and epigenetic gene involved in the induction and control of cell differentiation.

A large set of tools and methodologies dominated by the participants will be employed in these studies, including: genomic methodologies, proteomics, citogenômicas, genetics, immunology, embryology, biological and cell culture and systems biology.

These cells are also grown on a large scale to be utilizadass in preclinical studies and clínicos. Specifically for animal studies are proposing to structure a Center for Pre-Clinical Studies of a Bank of stem cells from animals in order to allow animal studies of various sizes (histricomorfs and rodents, rabbits, sheep, pigs, dogs, cattle, and primates).

This Research Center will be formed by integrating the FMVZ USP, FZEA, Primates National Center Evandro Chagas Institute of Belém – PA, and the studies of laboratory models Animals of INCTC – National Institute of Science and Technology in Stem Cells and Cell Therapy.

The transfer, dissemination and popularization of knowledge on the subject will be treated as one of the lines of research conducted by experts with a view to strengthen the ties of relationship Community-University-Enterprise.
The program will aim to create opportunities aggregation of the basic and applied sciences, involving their students in specific training and acquisition of skills in addition to leadership, focusing on the development of critical spirit necessary to think of new challenges.

Subjects:

Models  in vitro  and  in vivo  for the Study of the pathophysiology of acute leukemia

Goals:

To enable students to graduate student to critically analyze the experiments, the assumptions and leukemogenesis models available in the literature, as well as design, execute and analyze genetic manipulation models of cells and animals useful for studies on fisiopatogenênese and therapy of human acute leukemias.

Content (menu):

Theoretical class 1: Physiology of hematopoiesis

Theoretical Lecture 2: Important trasncrição factors in the regulation of hematopoiesis

Theoretical Lecture 3: chromosomal translocations and important hybrid genes in myeloid acute leukemia

Theoretical Lecture 4: Chromosomal translocations and important hybrid genes in acute lymphoblastic leukemia

Theoretical class 5: Molecular abnormalities in acute myeloid leukemia with normal karyotype

Theoretical Lesson 6: Transgenic mice, knock in and knock out

Seminar 1: Murine models of acute promyelocytic leukemia

Practical Approach 1: Extraction of DNA, RNA and proteins

Practical Approach 2: polymerase chain reaction

Seminar 2: polymerase chain reaction

Practical Approach 3: Transfection of mammalian cells using retroviral

Seminar 3: Cloning Methods, vectors and transfection

Classroom Practice 4: murine embryo manipulation

Classroom Practice 5: Test of hematopoietic colonies in methylcellulose

Practical Approach 6: In vitro assays for analysis of cell differentiation and apoptosis

Seminar 4: regulatory pathways of apoptosis

Practical class 7: Genotyping and monitoring of hematopoiesis

Practical class 8: In vitro and in vivo for cell cycle analysis

Seminar 5: Cell cycle

Cytogenomic in Hematologic Malignancies: Concepts and Applications

Objectives:

To provide students graduate concepts of organization and genome architecture, with an emphasis on recombination mechanisms leading to genomic instability. In the context methodological tools will be presented classical and molecular cytogenetics: G -banding karyotype of, by fluorescence in situ hybridization (FISH) , and Single Nucleotide Polimorphism Array (SNP-A). The ultimate goal is that students are able to understand how Cytogenomic tools contribute to the understanding of the pathophysiology of hematologic malignancies and advances in therapy.

Content (menu):

Structure of DNA, chromosomes and cell division
genomic instability
principles of classical and molecular cytogenetics: conventional karyotyping, FISH and SNP-A
cytogenetic of importance in research and clinical practice in hematological malignancies

Practical classes:

-Culture of lymphocytes and tumor cells for karyotype analysis –
analysis and chromosome karyotyping
-Hibridização fluorescent in situ
-Analysis The SNP-data

Topics in Basic and Applied Immunology to Therapy and Biotechnology

Goals:

Aims to consolidate and / or update concepts, providing integration and critical view of the current knowledge in Basic and Applied Immunology. The objective discipline achieve these goals through discussions about revisions and recent scientific papers giving priority to the issues related to innate and adaptive immunity, humoral immune mechanisms and cellular mechanisms regulating the immune response, tumor immunity, immunological mechanisms involved in various inflammatory diseases and autoimmune diseases, immunotherapy, immunology applied to biotechnology, immunological methods applied research.

Content (menu):

The course will be taught in three – week period and will consist of presentation followed seminar discussion / debates and lectures by visiting scholars on topics of current scientific literature in Basic Immunology area and Applied therapies and biotechnology, with emphasis on:
– innate immunity: induction of innate immunity, activation of cells involved, the types of patterns receptors present on cells and their ligands present on pathogen intracellular signaling resulting from activation of such receptor interactions of the innate immunity with adaptive immunity.
– humoral immunity: biology and differentiation of B lymphocytes, antigen processing and presentation by B lymphocytes, activation of B cells, B cell subtypes, functions of B cells
– cell immunity: processing and presentation of antigens to lymphocytes, biology and differentiation T lymphocytes, activated T lymphocytes, T cell subtypes, functions of T cells
– regulation of the immune response: regulatory mechanisms of humoral and cellular mechanisms of neuroendocrine regulation of the immune system, imunometabolismo.
– Immune mechanisms involved in autoimmune, inflammatory and oncological diseases; Immunological mechanisms involved in transplant; Immunological mechanisms involved in immunotherapy.
– Immunology applied to biotechnology: and immunological methods used in biotechnology research.

Techniques Gene Expression Analysis – Basic Principles and Applications.

Goals:

This course aims to introduce the students with a solid foundation in cellular and molecular biology, the basic principles and applications of functional genomics techniques aimed at analysis of gene expression and its regulation, with analysis tools freely available on the Internet (online open-source tools), enabling him to interpret their results, as well as apply them to specific problems of their research.

Content (menu):

1. Signaling pathways, gene expression and its transcriptional regulation (epigenetic factors and transcription) and post-transcriptional (microRNAs). 2. Microarrays, Next Generation Sequencing – NGS, Protein Mass Spectrometry and High-Content Screening – HCS. 3. Functional genomics techniques aimed transcriptomics (microarray, RNA-Seq, fluorescent in situ sequencing RNA – FISSEQ), epigenetic (DNA-protein interactions: chromatin immunoprecipitation – ChIP-Chip, Chip-Seq; Modifications in the DNA: Methylated DNA immunoprecipitation – MEDIP) and RNA-protein interactions (RNA Immunoprecipitation: RIP, and PAR-CLIP CLIP). 4. Basic Data and Repositories (UCSC Genome Browser, Gene Expression Omnibus – GEO, ArrayExpress, etc). 5. Analysis using supervised and unsupervised speech data. 6. Inferring transcriptional regulatory mechanisms (Promoter regions, transcription factors and ChIP data). 7. Inferring post-transcriptional regulatory mechanisms (3`UTR regions and microRNAs expression data and RIP). 8. Analysis of signaling pathways and functional interaction networks. 9. functional enrichment analysis (gene ontology). 9. Practical application of analysis to biological problems defined: Presentation and discussion of scientific study projects.
In addition, scientific studies involving the concepts and content of the discipline, will be discussed after its presentation by the students.

Mass Spectrometry Applied to the Study of Proteome

Goals:

The course aims to promote the connection between determination of macromolecular structures and biological functions with emphasis on the application of mass spectrometry. This goal will be achieved through the presentation and discussion of review articles and seminars on scientific studies with proven relevance and impact on mass spectrometry area, published in international journals. The subject matter will give students the opportunity to learn and increase their knowledge in the application of analytical methodology as well as to develop critical thinking and problem solving skills related to biopolymers structures.

Content (menu):

Themes of the current literature in the area of mass spectrometry in the structural determination of proteins / peptides, carbohydrates, glycolipids , and glycosphingolipids. Introduction to mass spectrometry, principles and applications. Types of instruments. Forms of ionization. Collection and interpretation of mass spectra and bioinformatics applied to the use of this methodology in the area of Clinical Oncology, Stem Cells and Cell Therapy.
I- GENERAL PRINCIPLES OF MASS SPECTROMETRY
Mass Spectrometry Concept
Definition of terms used in mass spectrometry
types of mass spectrometers
Ionization puts eltrospray liquid phase (ESI)
ionization on the solid phase by matrix assisted laser desoption ionization
(MALDI)
II- MS application The peptides and proteins
preparation and appropriate samples for MS
molecular weight determination of protein
molecular weight peptides Determination of
peptide fragments
dissociation inert gas induced collision (CID-MS / MS)
amino acid sequence deduction into peptides via CID-MS / MS
interpretation of mass spectra
identification database protein (Genbank Swiss-prot, etc.)
III – MODIFICATIONS oF CHARACTERIZATION posttranslational by MS
Enrichment phosphoproteins
Determination of phosphorylation sites by mass spectrometry
characterization of carbohydrates by mass spectrometry m wings
Use MS in “parent” and “neutral loss” for phosphopeptides identification and glycopeptides
IV – glycoconjugates CHARACTERIZATION AND glycolipids
chemical and enzymatic treatment for isolation of carbohydrate
profile of isolated carbohydrate proteins or lipids by MS
permethylation of carbohydrates to MS analysis
Gancliosídeos by MS and glycolipids

Advanced Methods for Molecular Biological Research

Goals:

The course aims to provide knowledge of molecular methods applied in the development of research in different areas of research.

Content (menu):

– Fundamentals in Genetics, Molecular and Cell Biology and Genetics of microorganisms
– recombinant DNA technology.
– Molecular tools: Isolation of nucleic acids from different tissues, nucleic acid amplification methods (PCR, real time PCR), DNA sequencing, next generation sequencing, single-cell genomic analysis.
– Applications in transfusion medicine (imunohemantologia and transfusion transmitted disease), cell therapy, genetic diseases and cancer.
– Biosafety and Bioethics Applied Research
– Quality Control

Embryonic Stem Cells and Induced pluripotent (iPS): Theory and Practice

Goals:

Provide the first theoretical and practical contact graduate students with the pluripotent stem cell biology.

Content (menu):

Theory: historical, fundamentals of derivation, small and large-scale cultivation, manipulation, passage, freezing, thawing, karyotyping and characterization of embryonic stem cells and iPS mice and human.
Practice: cultivation, manipulation, pass, freezing, thawing differentiation of embryonic stem cells and human iPS, morphological, by immunocytochemistry

Methodology and Scientific Communication

Goals:

Make students understand the structure of scientific methodology and communication, and the structures of the scientific documents in its various forms. Through the analysis of scientific literature documents and those prepared by the students in the classroom and at home, students will gain experience in scientific writing and the ability to criticize prepared work for themselves and others. The main emphasis will be on scientific work, but the differences between them and reports, dissertations, thesis and oral presentations will be identified and discussed. At the end of the course, each student will present a detailed account of full scientific work related to the research that he developed or developing, or planned to graduate. Lectures will be used to present the main ideas related to the information and exercises, which will be discussed in the seminars of the following week, where students will present their texts and criticize those of others. texts will be analyzed in Portuguese and English in all areas of biomedical, leaving students the choice of one of two languages ​​for the preparation of the texts.

Content (menu):

The following are the topics to be addressed in lectures, seminars and homework: scientific method; Types of scientific documents; Criteria for publication in a scientific journal. The language as a communication tool; Comparison of the structure and content of texts in particular daily, daily newspapers, weekly magazines, history books, laboratory protocols and scientific works, encyclopedias; Structure of scientific work: The scientific writing – a developed skill through exercise; The language to be used in the preparation of the document will not necessarily be the one used in the final version; scientific work of reading in terms of structure and content; Foreigners to write scientific work based on the structure; contribution of the analysis of the results to be presented – originality; Sketch work in writing, identifying the most important information; magazine choose which will be submitted work; Exercise writing.

Week 1 :

• Scientific method
• Types of scientific documents
• Criteria for publication in a scientific journal
• The language as a communication tool
• Comparison of the structure and yet texts in private journals, daily newspapers, weekly magazine, history books, laboratory protocols and scientific encyclopedias work.
• Structure of scientific work.
• The scientific writing – a skill developed through exercise
• The language to be used in the preparation of the document will not necessarily be the one used in the final version.
• scientific work of reading in terms of structure and content.
• Strategies to write scientific work based on the structure.
• contribution of the analysis of the results to be presented – originality.
• Sketch work in writing, identifying the most important information
• Identification reader.
• magazine choose which submitted work
• Exercise writing.

week 2

• Study of the structure of the papers presented in magazines
• Structure of scientific work. Interrelations between sections
• Results section (selection of the most important results – “The message”, experimenting with forms of presentation, presentation of the results: Logic vs chronological order, presentation of other results that support the message).
• Relationship with the methods section.
• Relationship with the discussion and
• Analysis of the writing exercises of the students.

week 3

• Section methods (study examples of similar work in the journal which the work will be submitted). What should be emphasized.How many details. How much documentation. Use of tables and figures captions to detail, extend and complement the information the methods section. Special considerations for “methodological work”).
• Compared with the results section.
• Relationship with the discussion.
• Relationship with aINTRODUCTION
• Analysis of the writing exercises of the students.

week 4

Introduction – Examples of study similar work in the journal which the work will be submitted. Reading and organization of information in the literature. Definition of the issue to which the research was directed. Identification of the contribution of the research. The use of review articles eliminates the need to quote Louis Pasteur and Emil Fisher. Setting the magazine reader.

Discussion – Emphasize the most important results, without mention summarize or not relevant results. Identify the originality of its results. Discuss the most relevant results in terms of methods.

Immunotherapy Therapies and Specific Target in Cancer

Goals:

Introduce the principles of anti-cancer therapies directed at specific molecular targets. Students will have the opportunity to review main concepts relating to therapy and immunotherapy small molecule inhibitors of specific signaling pathways in diseases of contexts in which each of these therapies or is studied and used in clinical practice. Through careful analysis of scientific papers in seminars in the classroom and at home, supervised by teachers, students will mature prior knowledge and knowledge gained during the inaugural classes of each subject (taught by teachers).

Content (menu):

The following are the topics to be addressed in lectures, seminars and home study:

Module immunotherapy:

Week 1

• Theoretical class 1: Immunological Bases Cancer
• Seminar 1: dendritic cell vaccines in non-haematological malignancies

week 2

• Seminar 2: Monoclonal Antibodies in Hematologic Malignancies
• Seminar 3: Monoclonal Antibodies in non Hematologic Neoplasms

week 3

• Seminar 4: Cell Therapy – allogeneic transplantation of hematopoietic stem cells nonmyeloablative
• Seminar 5: Cell Therapy – Infusion of Donor Lymphocytes

Small molecules module

week 4

• Lecture: Cell Signaling and Cancer
• Seminar 6: tyrosine inhibitors – Kinase in Hematological Malignancies

week 5

• Seminar 7: tyrosine inhibitors – Kinase in Hematological Malignancies No
• Seminar 8: m-TOR inhibitors

week 6

• Lecture: Cancer Cell Biology – Mitochondria and Proteasome
• Seminar 9: Therapies Mitochondrial targets

week 7

• Seminar 10: Proteasome Inhibitors
• Seminar 11: New Perspectives targets under study

Experimental Models in Oncology

Goals:

The course aims to update knowledge concerning the experimental models used in scientific development in oncology, provide methodological support for research into cancer and enable an integrated view of the process of differentiation and evolution of cancer. Promote interdisciplinary collaboration and expand translational knowledge of biological and molecular mechanisms, investigation of causal factors, risk, progression and response to treatment of cancer. Greater emphasis on elucidating the ways and present opportunities as well as challenges in cancer diagnosis, classification, prevention and treatment.

Content ( huge):

The topics will be covered in lectures, practical classes, seminars, papers and homework, with emphasis on studies of the most relevant issues and news in the cancer biology. 1.Modelos chemical and physical animal carcinogenesis.

2. experimental cancer models in genetically modified animals.

3. Methods for evaluation of factors that influence the development of cancer.

4. Models of cellular and molecular studies of the genesis, evolution and treatment of cancer.

5. Analysis and Critical methodological implementation of experimental models for the understanding of human neoplasms.

6. Mechanisms of action of risk and protective factors for cancer.

7. Validation of the experimental studies and biological principles for the treatment of cancer.

8. Molecular mechanisms of DNA damage produced by ionizing radiation / biochemical repair of DNA damage.

9. Animal models for evaluation of the radiation in different animal tissues and biological materials.

10. Factors modulating the cellular response produced by ionizing radiation.

11. Interaction of chemotherapy and radiotherapy.

12. Physical aspects of ionizing radiation. TCP / NTCP.

Preclinical tests

Goals:

Promote discussion on the feasibility of pre-clinical tests applied to animal models. To enable graduate with the procedures used in preclinical testing. Demonstrate the main results of preclinical tests.

Content:

– vivarium procedures.
– Techniques of preparation and choice of animal species as models.
– Access roads in the experimental model.
– Ethics in the use of laboratory animals.
– Pre-clinical studies. Results.

Advanced Topics in hematopoiesis and Diseases Stem Cell hematopoietic

Goals:

Discuss the cellular mechanisms to molecular control of hematopoiesis, maintenance of pluripotency and differentiation of hematopoietic stem cell.

Discussing the regulatory mechanisms of hematopoiesis that are abnormal in hematological diseases, particularly in bone marrow failure and the myeloid neoplasms.

Content (imenta):

Lectures on (1) hematopoiesis and (2) bone marrow failure. Seminars on pluripotency, hematopoietic differentiation, cellular reprogramming, Immunology hematopoiesis, niche, DNA repair, biology of telomeres, clonality in hematopoiesis, clonal evolution and neoplastic, epigenetic and research tools: Southern blot, Western blot, co-immunoprecipitation, qPCR PCR-array gene sequencing, colony forming assays, immunophenotyping

Mobile multiparameter analysis by Quantitative Microscopy

Objectives:

This course aims to make students able to plan functional cellular assays based on microscopy and quantitatively analyze the images obtained. Also aims to enable the student to interpret the results of studies of different applications of the techniques covered.

Content (menu):

1. Principles of multiparameter cell analysis (High Content Analysis): Development and optimization of cellular assays compatible with HCA (cultivation and distribution of cells, transfection, fluorescent reagents and functional assays).
2. optical and fluorescence microscopy Understanding (and confocal widefield): Properties of light (wavelength, reflection, diffraction, refraction, absorption, resolution), the human eye (rods and cones), objective lens (focal plane, aberrations spherical and chromatic magnification and field of view aperture and depth of field), and transmitted light fluorescence microscope (type of illumination, fluorescence excitation, emission filters).
3. Processing and quantification of images: digital image sensors (CCD and CMOS sensors, pixel resolution and image size, binning, intensity, dynamic range, exposure, saturation, bits, and RGB gray scales), basic image processing (digital images, arrays, intensity histograms, locations and space operations / filters, binary image segmentation).
4. Image processing using the software Fiji (ImageJ).
5. Automated image analysis using CellProfiler software (importing images and metadata capture, application of morphological tools on the images to highlight cellular features, segmentation of objects, feature extraction, data export).
6. Data analysis using the software CellProfiler Analyst (export of CellProfiler data, results visualization, assisted classification of cell types.
7. Data Analysis Using the Software KNIME (data import, data manipulation, data visualization methods aggregation and normalization, clustering methods / clustering).
8. fluorescence image acquisition using an automated microscope HCS.
9. advanced Topics in multiparameter cell analysis (High Content analysis.): Presentation and discussion of scientific papers
10. practical application the techniques of quantitative microscopy defined biological problems: Presentation and discussion of scientific study projects

Change impact of Epithelial Biology in Development Carcinomas

Goals:

Provide students with an understanding of how changes in properties of the cell and epithelial tissue are related to the development of carcinomas and adenocarcinomas.
Specific: To
provide students with information that will identify and recognize the main aspects of the normal biology of cells and epithelial tissue.
Providing the student ‘s knowledge of various examples of changes in impact molecules and pathways that control aspects of epithelial biology (polarity, adhesion, cell plasticity and dynamics of stem cells) develop carcinomas.
Provide conditions for the student to develop the ability to critically analyze the results derived from complex scientific studies and to draw appropriate conclusions based on these studies.
Provide the student with knowledge of the most current scientific approaches used to unravel changes in epithelial biology contributing to the imbalance of epithelial tissue and tumor development.

Content (menu):

The course will cover an introductory part of review of the epithelial tissue biology-five topics relating aspects of epithelial biology to the development of carcinoma / adenocarcinoma. The introductory topic will be taught by the teacher. In each of the remaining topics, there will be a review of the subject class, taught by the teacher, and two classes, taught by students, with thepresentation of recent scientific papers, examples of studies on the topic area. The content covered is as follows:
1. Introduction: review of the biology of epithelial cell and the dynamics of differentiation and renewal of epithelial tissue.
2. polarity changes of epithelial cells in the development of epithelial tumors.
3. Changes in cell communication (cell-cell, cell matrix) and in carcinogenesis epithelial tissue.
4. Role of the intracellular trafficking of vesicles in the development of epithelial malignancies.
5. Disorders dynamics of epithelial stem cells and cells of epithelial tumors.
6. Plasticity epithelial cell, epithelial-mesenchymal transition and metastasis mechanisms.

Summary of Program Disciplines